Práctica 6.Glucosa-TR

Determinación cuantitativa de glucosa                          17-10-19

-Objetivo
En esta práctica de glucosa oxidasa vamos a medir la cantidad de glucosa en suero sanguíneo.

-Fundamento
La glucosa oxidasa cataliza la oxidación de glucosa a ácido glucónico. El H2O2 producido se detecta mediante un aceptor cromogenico de oxigeno, fenol-ampirona en presencia de peroxidasa

-Materiales y reactivos
--> Gradillas
--> Micropipetas y puntas
--> Contenedor de desechos
--> Tubos de ensayo
--> Tampón --> R1
--> Enzimas--> R2
--> Glucosa CAL

-Procedimiento
1.Preparamos el reactivo de trabajo disolviendo el contenido del R2 en un frasco de R1, lo tapamos y mezclamos de forma suave
2.Realizamos un blanco y un patrón por mesa, depositando en el tubo del blanco 1ml de RT y en el tubo del patrón 1 ml de RT y 10 µl de patrón
3.Preparamos una muestra cada uno, depositando en el tubo de muestra 1 ml de RT y 10 µl de muestra, en este caso de suero sanguíneo, al poco tiempo ya se empezaba a observar el color
4.Tapamos los tubos y los colocamos en el baño termostatico durante 10 min
5.Pasamos a leer la absorbancia en el espectrofotometro
6.Primero ajustamos el blanco
7.Medimos el patrón
8.Medimos la absorbancia de nuestra muestra

Práctica 5. Turbidimetria

Cuantificación de proteínas en orina con ácido sulfosalicilico por turbidimetria   14-10-19

-Objetivo
Aprender la técnica de turbidimetria, que es una variante de la espectrofotometria de dispersión

-Fundamento 
La adición de ácido sulfosalicilico a una solución de proteínas actúa sobre estas, dando lugar a la aparición de un fino precipitado en suspensión. Vamos a cuantificar la concentración de proteínas presentes en una muestra de orina
-Materiales
--> Gradilla
--> 4 tubos
--> Micropipeta 50µl
--> Suero salino fisiologico
--> Proteínas
--> Pipeta de 10 ml
--> Prepipeta
--> Cubeta de espectrofotometria
--> Albumina bovina

-Procedimiento
1.Colocamos los 4 tubos en la gradilla
2.Añadimos 10 ml de SSF a cada tubo
3.Quitamos 50µl al primer tubo (D1)
4.Quitamos 100µl al segundo tubo(D2)
5.Quitamos 200 µl al tercer tubo(D3)
6.Quitamos 400 µl al cuarto tubo(D4)
7.Añadimos a cada tubo la misma cantidad quitada de proteínas

8.Tapamos los tubos y los guardamos
9.Realizamos la dilución del ácido sulfosalicilico, añadiendo 3 gr del ácido a un matraz y completando con agua destilada hasta enrasar 100 ml

10. Dos días después preparamos los dos blancos y cuatro tubos mas de patrón y un ultimo tubo como muestra problema
11. Disponemos en una gradilla los tubos y los rotulamos
-Tubo BR --> 0,5 ml de SSF + 2 ml de ácido sulfosalicilico
-Tubo P1 --> 0,5 ml de D1 + 2ml de ácido sulfosalicilico
-Tubo P2 --> 0,5 ml de D2 + 2 ml de ácido sulfosalicilico
-Tubo P3 --> 0,5 ml de D3 + 2 ml de ácido sulfosalicilico
-Tubo P4 --> 0,5 ml de D4 + 2 ml de ácido sulfosalicilico
-Tubo BM --> 2 ml de SSF + 0,5 ml de orina + 2 ml de la muestra problema

12.Ajustamos a cero con el BR el espectrofotometro
13. Medimos los tubos P1, P2, P3 y P4
14. Ajustamos a 0 de nuevo con el BM
15.Medimos la absorbancia de la muestra problema
-Resultados
-P1 --> 1,605
-P2 --> 1,105
-P3 --> 0,240
-P4 --> 0,072

Práctica 4. Medición con el refractómero

Medición con el refractometro  14/10/19

-Objetivo 
Aprender a utilizar el refractometro manual y entender el fenomeno de la refracción.
-Fundamento
El ángulo de refracción de la luz es un liquido cualquiera que viene dado por la relación existente entre la velocidad de la luz en el vacío y la velocidad de la luz en el liquido en cuestion
-Materiales
--> Refractometro
--> Eppendorf con suero
--> Gradilla
--> Pipeta pasteur
--> Agua destilada

-Procedimiento
1.Limpiamos el refractometro con un papel
2.Añadimos una gota de agua destilada
3.Calibramos el refractometro
4.Secamos con papel
5.Añadimos una gota de la muestra de suero
6.Medimos las proteínas y la densidad

-Resultados
--> Densidad del suero 1,3510
--> Proteínas 8,3

Práctica 2. Medida de la absorbancia

Medida de absorbancia       25-9-19

-Objetivo
En esta práctica vamos a medir la absorbancia de cada tubo de la batería de diluciones de la práctica anterior con el espectrofotometro


-Materiales
--> Batería de diluciones
--> Espectrofotometro
--> Cubetas
--> Portacubetas

-Procedimiento
1.Calibramos en el espectrofotometro
2.Comenzamos midiendo la batería de diluciones del colorante azul y después la roja
3.Llenamos una cubeta por cada tubo
4.Limpiamos las cubetas con papel antes de ponerlas en el espectrofotometro
5.Medimos todos los tubos


-Resultados 
Batería azul
Tubo DM--> 1,047
Tubo D1 --> 0,538
Tubo D2 --> 0,256
Tubo D3 --> 0,125
Tubo D4 --> 0,073
Batería roja
Tubo DM --> 1,898
Tubo D1 --> 0,623
Tubo D2 --> 0,203
Tubo D3 --> 0,078

-Este día medimos la absorbancia de dos muestras de concentración desconocida
--> Absorbancia de colorante rojo desconocido: 152
--> Absorbancia del colorante azul desconocido : 1.150

Práctica 1.Baterías de dilución seriadas

Batería de diluciones    19-9-19

-Objetivo
Realizar una bateria de diluciones y comprender el funcionamiento del espectrofotometro de absorción
-Materiales y reactivos:
→Matraz erlenmeyer con cromógeno 1, de concentración 800mg/dL
→Matraz erlenmeyer con cromógeno 2; de concentración 600mg/dL
→Agua destilada
→Pipetas manuales
→Tubos de ensayo de 10 ml
→Cubetas de espectrofotometría
→Espectofotómetro de absorción
→Gradilla



 Cálculos: 
a) Batería de dilución que consta de 5 tubos con 4ml cada uno y factor de dilución 1/2.
Vp=Vf/x-1→ Vp=4/2-1 →Vp= 4 ml 
b) Batería de dilución que consta de 4 tubos con 3 ml cada uno y factor de dilución 1/3
Vp=Vf/x-1 →Vp= 3/3-1 →Vp= 1,5ml 

Procedimiento 
a) 
1.Colocamos los 5 tubos en las gradillas y les añadimos 4 ml de agua destilada a cada uno, menos al primero
2. Añadimos al primer tubo 8 ml de colorante azul 
3. Pipeteamos 4 ml del primer tubo al segundo tubo resuspendiendo ,y así sucesivamente hasta el último tubo
4. Desechamos 4 ml del último tubo 
b) 
1.Colocamos los 4 tubos en las gradillas y les añadimos 3 ml de agua destilada a cada uno, menos al primero
2. Añadimos al primer tubo 3 ml de colorante rojo
3. Pipeteamos 1,5 ml del primer tubo al segundo tubo resuspendiendo y asi sucesivamente hasta el último tubo
4.Desechamos 1,5 ml del último tubo 

Práctica 3. Manejo de tiras reactivas de química seca

Manejo de tiras reactivas   7/10/19

-Objetivo
En esta práctica vamos a aprender la utilidad y el manejo de los reactivos de química seca mediante tiras reactivas de orina y tiras reactivas de glucosa en sangre

-Materiales y reactivos
--> Tiras reactivas de orina
--> Tiras reactivas de glucosa en sangre
--> Medidor de glucosa
--> Sangre capilar
--> Orina
--> Lancetas
--> Alcohol
--> Algodón
--> Botes de orina

-Procedimiento
a) Medición de glucosa por sangre capilar
1.Nos lavamos la yema del dedo con alcohol y esperamos que se seque
2.Con una lanceta nos pinchamos
3.Con la tira reactiva ya colocada en el medidor de glucosa depositamos la sangre el borde de la tira
4.Esperamos a que mida




b)Medición de glucosa y proteínas en orina
1.Preparamos dos muestras de orina, una normal y la otra adulterada con glucosa y proteínas
2.En la muestra de orina normal introdujimos la tira reactiva unos segundos y la dejamos secar un poco
3.Observamos si algún color ha cambiado comparándolo con los colores de referencia
4.Al no ser una orina patológica todo estaba dentro de los valores normales
5.En la muestra adulterada con glucosa y proteínas introdujimos otra tira reactiva y la dejamos secar
6. En este caso observamos como el color correspondiente a las proteínas es diferente al color de valores normales
7.En el caso de la glucosa no se observa cambio en el color debido a un defecto de las tiras reactivas